Оценка доброкачественности комбикормов. Комбикорма являются наиболее эффективной формой использования концентрированных кормов и различных видов кормовых добавок в животноводстве. При смешивании отдельных видов кормов в различных комбинациях и соотношениях они дополняют друг друга и образуют полноценные кормовые рационы.
Комбикорма представляют собой однородную и сложную смесь очищенных и измельченных кормовых средств, составленную по научно разработанным рецептам, с целью наиболее эффективного использования животными питательных веществ в рационе.
Комбикорма в зависимости от назначения делятся на три основные группы: полнорационные (ПК), концентраты (К) и балансирующие добавки.
Готовый комбикорм должен быть однородным по внешнему виду, без признаков плесени. Цвет должен соответствовать набору входящих в его состав ингредиентов. Большей частью комбикорм бывает серого цвета с различными оттенками, в зависимости от преобладания в нем тех или иных кормовых средств. Например, с большим количеством кукурузы – желтый, травяной муки – серо-зеленый. Запах соответствует набору ингредиентов: при наличии рыбной муки – запах сушеной рыбы.

Правила отбора проб зерна. Отбор проб зерна для исследования можно производить непосредственно из автомашин и вагонов, со склада, из затаренных мешков, из бункеров элеваторов при выгрузке зерна.
Пробу зерна из автомашин отбирают щупом в четырех точках кузова: с поверхности и у дна по всей насыпи, на расстоянии 0,5 м от бортов. Общая масса зерна из каждой точки взятия и смешанной средней пробы должна быть не менее 1 кг.
В вагонах пробы зерна отбирают в одиннадцати точках по двум диагоналям. Из каждой из указанных точек выемки отбирают из трех слоев насыпи: из верхнего (глубина 10 см), среднего (равной половине) и нижнего (у пола 0). Общая масса зерна из всех точек должна быть не менее 2 кг.
На складах при хранении зерна насыпью высотой до 1,5 м пробы отбирают вагонным щупом. Перед отбором поверхность зерна в складе разделяют на секции площадью около 100 м2 каждая, в них отбирают зерно в 5 точках поверхности насыпи. Общая масса зерна из всех точек должна составлять около 2 кг на каждую секцию.
Из партии затаренного в незашитые мешки зерна пробы отбирают щупом в трех местах: вверху, в середине и внизу. Из зашитых мешков пробы отбирают зерновым щупом. Щуп вводят по направлению к середине части мешка снизу вверх желобком вниз. Затем поворачивают его на 1800 и вынимают. Количество мешков, из которых должны быть отобраны пробы зерна, определяют в зависимости от величины партии. При наличии до 10 мешков пробы берут из каждого второго мешка, от 10 до 100 – из каждых 5 мешков и свыше 100 – из каждых 10 мешков.
Составление исходного образца. Отобранные из каждой партии порции зерна осматривают и сравниваю, при его однородности ссыпают в чистую тару, хорошо перемешивают и отбирают исходный образец массой не менее 1 кг. Если при осмотре порции будет обнаружено различие между ними, то каждую однородную часть считают за отдельную партию и из них составляют исходный образец.

Отбор пробы сенажа, корнеклубнеплодов и зеленой массы. Пробу корма (около 1 кг) для лабораторных исследований следует брать после снятия верхнего слоя на глубине не менее 50 см. Образцы сенажа упаковывают в чистые стеклянные банки, плотно закупоривают, и доставляют в лабораторию.
Картофель. От каждой партии картофеля отбирают образцы (200 клубней) в углу, по краям, у стен. Клубни в каждом месте берут подряд без выбора, сверху и на глубине 20-30 см.
Свекла. Из разных участков хранилища и на разных уровнях берут около 50 кг корнеплодов.
Зеленая масса. Выделяют несколько участков по диагонали размером каждый по 1 м2 с растительностью, типичной для данного пастбища. С каждого участка скашивают всю траву – стебли, листья, цветы, плоды. Отправляемую для исследования пробу травы сушат.
Сенаж готовится из растений, предварительно провяленных в валках или прокосах до влажности 45-55%. Затем провяленные растения подбирают, измельчают на частицы длиной до 2-3 см и закладывают в хранилище.
Консервирующим фактором при приготовлении сенажа является наличие СО2 и физиологическая сухость среды, при которой бактерии не способны воспользоваться содержанием клеток растений. Поэтому в сенаже сохраняется значительное количество сахара, а потери протеина и распад белка меньше, чем в обычном силосе. Сенаж обладает меньшей кислотностью, чем силос: рН сенажа 4,8-5,5. Хороший сенаж имеет приятный ароматно-фруктовый запах. При заготовке сенажа в герметических башнях общие потери питательных веществ не превышают 10-12, а в облицовочных траншеях –25%.

К грубым кормам относят сено, солому, мякину и другие корма, содержащие 18% и более сырой клетчатки.
Отбор среднего образца сена. Средний образец отбирают комиссионно из каждой однородной партии сена одного типа в период скирдования или хранения. Берут не менее 5 кг из каждых 25 т непрессованного и 50 т прессованного сена.
Средний образец из непрессованного сена составляют из отдельных пучков, по 200-250 г каждый, не менее, чем из 20 различных мест партии. Если сено хранится в хозяйствах в кипах, то средний образец берут от 3% кип.
Пробы или образцы сена, пересылаемые почтовыми посылками, должны быть в упаковке, предохраняющей сено от переламывания и превращения в труху. Лучше всего упаковывать завернутую пробу в дощатый или фанерный ящик.
К каждой пробе сена, посылаемой для исследования, прикладывают сопроводительную записку. В ней указывают: вид корма; когда и откуда взят корм; почему проба корма посылается на исследование; какая клиническая картина наблюдалась у животных, заболевших после поедания данного корма; условия хранения корма; почтовый и телеграфный адрес отправителя; дата, должность и подпись лица, направляющего корм на анализ.

Контроль доброкачественности и полноценности за кормами входит в обязанности ветеринарного врача и зоотехника. Обеспечение животных и птицы доброкачественными кормами является основой для профилактики заболеваний пищеварительных органов, которые бывают как в результате нарушений порядка и правил кормления, так и скармливания недоброкачественных кормов.
Особое значение приобретает зоогигиенический контроль за качеством кормов в настоящее время, когда внедряются методы интенсивного ведения животноводства, при которых массовые профилактические мероприятия играют решающую роль в обеспечении нормального хода производства. Беспривязное содержание, крупно-станочное содержание, содержание птицы в широкогабаритных птичниках при обслуживании одним работающим десятков и сотен животных и тысяч птиц может дать должные результаты, если животные, в том числе и птица, будут обеспечены кормами в достаточном количестве и при их безусловной доброкачественности и биологической полноценности.
Для получения максимальной продуктивности животных, сохранения их здоровья необходимы корма как источники энергетического и пластического материала для выполнения всех физиологических функций организма. Кроме того, корма служат носителями информации об окружающей среде.

Все научные исследования включают 3 основных этапа:
1. Планирование
2. Проведение опытов, наблюдений, учетов.
3. Обработку и обобщение полученных данных.
Планирование – это определение задачи и объектов исследований, разработка схемы эксперимента, выбор участка, необходимых приборов и техники для проведения опыта. Ошибки, допущенные при планировании невозможно исправить в дальнейшем.
Трудности в планировании обусловлены многогранностью задач, наличием многих неизвестных факторов, возможностью проявления субъективизма.
«Гораздо труднее увидеть и сформулировать проблему, чем найти ее решение. Для первого требуется воображение, для второго – только умение» Дж. Бернал.
Процесс планирования имеет строго определенную структуру, тре-бующую последовательного выполнения.
1. Выбор темы и объекта исследования
Вопросов, которыми может заняться исследователь, чрезвычайно много, важно уметь выделить наиболее перспективные из них. Первым и основным источником тем для исследования являются прямые зака-зы производства, но их не нужно ждать, а самим выявлять по-требности практики в тех или иных научных разработках, систематически интересоваться проблемами производства, заглянуть в его будущее, предвидеть возможные потребности. Это и позволяет экспериментатору наметить наиболее перспективные темы для научной работы.

Общие требования. Оценка состояния природных объектов, а также эффективность разных природоохранных мероприятий зависит от правильности отбора проб. При взятии пробы необходимо соблю-дать следующие условия:
- пробы должны отбираться таким образом, чтобы исключить эле-менты случайности;
- проба должна отражать реальное состояние исследуемого объек-та;
- от момента взятия пробы и до проведения ее анализа не допуска-ется изменение в содержании определенных компонентов или свойств;
- объем пробы должен быть достаточным для исследований.
Отбор проб воды. Пробу воды в открытых водоемах глубиной до 5 м проводят методом конверта: четыре пробы берут на расстоянии 2 – 5 м от берега с глубины 2 – 2,5 м и одну в центре источника с глу-бины 0,5 м от дна. Для водоемов глубиной более 5 м рекомендуется дополнительно брать пробу на глубине 0,5 м от поверхности воды.
В водотоках шириной до 20 м и глубиной до 1 м пробу лучше брать на середине с глубины 0,5 м.
Если река имеет ширину более 20 м и глубину до 5 м пробы берут-ся у обеих берегов на расстоянии 2.5 м с глубины 2-2,5 м и на середине реки в 0,5 м от поверхности.
При глубине реки 5 – 10 м пробу в центре дополнительно отбирают с поверхностного слоя. Если водоток имеет глубину более 10 м, дополнительно берут пробу со среднего горизонта воды.

1.Отравление атропином. Мыши вводится 0,1%-ный раствор сульфата атропина из расчёта 300 мл/кг живого веса. Достигается состояние глубокой гипотонии с нарушением тонов сердца. Проявляется отравление тремором (подёргивание конечностей), расширением зрачков, развитием судорог и паралича. После этого мыши вводят подкожно 0,4 мл 0,05%-ного раствора прозерина в область живота с противоположной стороны. Через 2–3 минуты снимается угнетение, мышечный тонус приходит в норму.
2. Экспериментальное отравление животных препаратами кокаиновой группы. Проводится инъекция в область живота лабораторной мыши из расчёта 1 мл 2%-ного раствора гидрохлорида лидокаина. Изучаются реакции животного.
Изменения в организме, вызываемые отравлениями. Яд – понятие относительное. Поваренная соль в количестве 60 – 70 г может вызвать отравление, а 300 г – смерть. При приёме внутрь дистиллированной воды наблюдается отравление, а введение ее в кровь вызывает смерть.
Ниже приведена характеристика основных ядов.
Неорганические кислоты (НCl, Н2SO4). Обладают местным прижигающим действием. При соприкосновении с тканями происходит значительное местное повышение температуры, резкое обезвоживание клеток и свёртывание клеточного белка с последующим его растворением. На месте ожога образуется сухой плотный струп с омертвлением и разрушением нижележащих тканей. При введении кислот через рот прежде всего поражаются губы и подбородок, образуются темно-бурые подтёки. Подобные изменения образуются также в полости рта, пищевода, зева (между ртом и пищеводом), желудка и в верхней части тонкого кишечника.

Алкалоиды – вещества растительного происхождения, чаще всего циклические либо гетероциклические, содержащие амино - либо имино-группу, обладающие выраженным биохимическим действием на организм теплокровных и человека.
Воздействие наркотиков на теплокровных и человека. Действующее начало гашиша и марихуаны – тетрагидроканнобинол (ТГК); попадая в организм, он концентрируется в области лимбической системы, которая называется ещё мозгом внутренних органов – в ней расположены центры удовольствия. Угнетающее действие ТГК распространяется на секрецию -аминомасляной кислоты, которая выполняет в нервной системе тормозящую функцию. В высших отделах мозга тормозящие функции становятся меньшими по сравнению с простыми возбуждениями. При наркотическом отравлении усиливается приток в кору больших полушарий импульсов от чувствительных окончаний внутренних органов. В обычном состоянии большая часть этих импульсов задерживается подкорковыми структурами мозга и не воспринимается сознанием. В данном же случае обрушивающийся на мозг поток беспорядочных сигналов дезорганизует психику. Эти сигналы, переплетаясь с реальностью, приводят к возникновению галлюцинаций. Более мощный галлюциноген по сравнению с ТГК –диэтиламид лизергиновая кислота (ЛСД–25) и диметилтриптамин, к ним происходит привыкание с 2–3 приёмов. Основа их действия на лимбическую систему – сходство с медиатором серотонином. Химическое строение молекулы мескалина (получают из кактуса лофофор) близко к строению молекулы серотонина – одного из медиаторов нервной системы. Эмоциональный подъём и эйфорию способны вызвать препараты, близкие по строению к адреналину и медиатору норадреналину. Наиболее известен эфедрин и психостимулятор фенолин.

В ответ на ранение паренхимные клетки, расположенные под эпидермисом, дедифференцируются, переходят к делению и образуют недифференцируемую ткань, получившую название каллуса. Образование и рост каллуса регулируется ауксинами и цитокининами. Успех получения каллусной ткани в большой мере зависит от удачного подбора регулятора роста. В настоящее время каллусные культуры индуцируются практически из любого органа ткани или растения.
Ход работы. Работа выполняется в четырех вариантах. Различие вариантов обусловлено содержанием фитогормонов в питательных средах, приготовленных на основе среды Мурасиге-Скуга.
В каждую из четырех колб Эрленмейера на 50 мл прилить небольшое количество дистиллированной воды и следующие маточные растворы: 5 мл макросолей; 0,5 мл микросолей; 0,25 мл хелата железа; 1,0 мл витаминов; 5,0 мл мезоинозита. Затем в каждую колбу добавить 3 г сахарозы. После этого в три колбы добавляют по одному из следующих фитогормонов: 2,4-Д (1мл/л), 6-БАП (1мл/л), 2,4-Д + 6-БАП. В четвертую колбу фитогормоны не добавляют (контроль). Полученные растворы переливают в мерные цилиндры и доводят объем до 50 мл, рН – до 5,6 – 5,8, используя 0,1н. КОН. Затем добавляют агар-агар (по 0,4 г на каждый вариант среды) и в колбах автоклавируют среду.

Каллус – это неорганизованная масса ткани, состоящая из дедифференцированных клеток. Образование и рост каллусной ткани контролируются фитогормонами из группы ауксинов и цитокининов. Под действием ауксинов и цитокининов из-за высокой интенсивности клеточных делений не происходит дифференцировка тканей, в результате чего образуется каллус. Для индукции каллусообразования используются питательные среды с высоким соотношением ауксинов к цитокининам (до 10:1).
Каллусную ткань можно получить на искусственных питательных средах, включающих фитогормоны, используя фрагменты (экспланты) самых разных частей растений: стеблей, корней, тканей клубня, листьев, зародышей и др.
Ход работы. Пробирки с растениями протереть спиртом, горлышко обжечь. Пинцетом вынуть стерильное растение из пробирки и выложить его на стерильный бумажный "матрасик". Придерживая растение пинцетом, вырезать скальпелем участки стебля длиной 5–10мм, листочки, участки корня. Надсечь экспланты острым скальпелем в нескольких местах, в которых в дальнейшем начнется каллусогенез.
Нагреть стерильную питательную среду на плитке до расплавления агара. Одновременно подготовить ламинар-бокс к работе (протереть изнутри спиртом).
Открыть колбу с питательной средой, обжечь ее горлышко над пламенем спиртовки и в стерильные чашки Петри разлить среду по 15–30мл. Чашки держать открытыми минимальное время. Дать среде застыть (10–15 минут).

Кривая роста каллусной ткани носит S-образный характер. Она состоит из следующих фаз: начальной лаг-фазы, фазы логарифмического роста, во время которой идет активное деление клеток, фазы замедленного роста, стационарной фазы и фазы деградации. Для того чтобы сохранить способность к делению и дальнейшему росту, кусочек каллусной ткани переносят на свежую питательную среду. Этот прием поддержания клеточных делений носит название пассирования каллусных тканей. Пассировать каллусную ткань можно неограниченное число раз. Однако при многократном его повторении возможно "привыкание", которое выражается в приобретении автономности по отношению к экзогенным гормонам и утрате или значительному ослаблению способности каллусных клеток к регенерации целого растения.
Ход работы. Перенести, соблюдая строгую стерильность, каллус в стерильную чашку Петри. Отделить некротизированные участки и кусочки старой агаризованной среды. Затем каллусную ткань разделить на равные части и асептически перенести в чашки Петри со стерильной питательной средой. Чашки Петри поместить в термостат с температурой 25оС и влажностью 60% на 3–4 недели. В конце этого срока пронаблюдать и зарисовать каллусную ткань.